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M).
Considerando una soluzione di urea 8 M, sono necessari per il suo ottenimento 480 g di urea per litro di
soluzione, poiché l’urea ha un peso molare di 60 g/mol. Questo significa che sono necessari 0,48 kg di urea e
0,52 kg di acqua. Quindi l’acqua non interagisce più con sé stessa.
Le interazioni idrofobiche sono altresì risolte con l’impiego di agenti caotropi.
3° step: riduzione dei legami disolfuro, che da -S-S- diventano
-S-H. Si possono impiegare diversi agenti riducenti (che
cedono elettroni):
2-mercaptoetanolo o β-mercaptoetanolo (2-ME), poco
- costoso e semplice da usare, ma maleodorante;
ditiotreitolo (DTT), molto efficace ma molto costoso;
- tricloroetilfosfina (TCEP) la quale ha elevato potere
- riducente ma nel settore alimentare è poco utilizzata.
Nella reazione di riduzione lo zolfo S acquisisce elettroni.
In teoria dopo l’applicazione di queste condizioni tutte le proteine sono solubilizzate.
2.2.3 Applicazione degli studi di solubilità differenziale: determinazione delle interazioni prevalenti in un impasto
Questa analisi ci permette di capire il tipo di relazioni determinanti la strutturazione di un sistema.
Considerando un impasto, si può voler determinare se questo è prevalentemente strutturato da interazioni
idrofobiche oppure da legami covalenti al fine di valutarne il possibile impiego in presenza di grassi (che
andrebbero a destabilizzare il sistema in caso di strutturazione da interazioni idrofobiche). Solubilizzando
l’impasto in presenza di cloruro di sodio si valuta quali sono le proteine solubili; a quanto è rimasto sul fondo
del becker si aggiunge l’urea e si valuta quante proteine sono solubilizzate; infine si preleva quanto era sul
fondo e lo si tratta con DTT. Si valuta così quanti legami covalenti disolfuro sono presenti e l’entità delle
interazioni idrofobiche.
2.3 SDS-PAGE e SEC/GPC: determinazione delle dimensioni di una proteina
Esistono diversi metodi per determinare la dimensione di un polipeptide.
2.3.1 SDS-PAGE (Sodium Dodecyl Sulphate - PolyAcrylamide Gel Electrophoresis): separazione in condizioni
denaturanti
Il campione, contenente la proteina, semplice o complessa, viene portato in ebollizione in presenza di un
detergente (SDS). Questo trattamento ad alta temperatura indebolisce le interazioni idrofobiche che
mantengono la proteina nel folded state, poiché l’acqua in ebollizione ha maggiori difficoltà a tenere unite le
regioni idrofobiche della proteina. Il detergente ricopre poi le zone idrofobiche, che quindi restano aperte e
distanti. La struttura iniziale, estremamente compatta, è ora diventata una struttura aperta, filiforme, priva di
qualsiasi ordine superiore, ricoperta di molecole di detergente. 22
Biochimica delle Trasformazioni Alimentari Matteo Corradi
Si ottiene quindi la proteina in struttura primaria ricoperta di solvente apolare (il detergente), ovvero SDS.
SDS presenta carica negativa, quindi le proteine sono ricoperte da cariche negative, indipendentemente dalla
loro carica iniziale. Queste strutture proteiche cariche negativamente migreranno verso l’anodo (+) se
sottoposte ad un campo elettrico.
Il procedimento prosegue quindi con la migrazione mediante elettroforesi su gel di poliacrilamide
discontinuo a gradiente di porosità.
La migrazione avviene all’interno di un una matrice geliforme di acrilammide. L’acrilammide è un polimero
lineare che subisce cross-link (legami trasversali) creati dalla metilene-bis-acrilamide, con la conseguente
formazione di una struttura alveolata. Le proteine sono fatte correre in questo gel. Le molecole di minori
dimensioni migreranno più rapidamente, poiché incontrano minore resistenza durante il passaggio attraverso
il gel.
La separazione avviene solo in funzione della massa, delle dimensioni della proteina; l’acidità non influisce.
La sopra esposta separazione è condotta tramite il metodo del gel discontinuo, formato da due matrici
polimeriche:
Gel superiore, stacking gel, con tampone cloruro (PM 35). L’obiettivo di questo gel è concentrare il
- campione proteico al fine che tutti i campioni inizino la loro migrazione dallo stesso punto di partenza
sotto forme di bande sottili;
Gel inferiore, running gel, con tampone glicina (PM 75). L’obiettivo di questo gel è separare le componenti
- proteiche in base al loro peso molecolare. La concentrazione di acrilammide è maggiore, con conseguente
formazione di pori di minori dimensioni.
Il Cl correrà più velocemente.
-
Dopo aver caricato il campione con un colorante si applica il campo elettrico. Il Cl spinge le proteine ad
-
impaccarsi in una banda molto stretta (to stack), nella quale lo ione cloruro che si muove velocemente spinge
contro lo ione glicinato, che si muove più lentamente. Nel gel di separazione c’è molta più acrilamide, e questo
permette di discriminare le proteine in funzione alle diverse dimensioni.
La distanza percorsa è inversamente proporzionale al logaritmo del peso molecolare della proteina.
Le proteine sul gel devono essere rese visibili tramite l’applicazione di coloranti specifici, come il colorante
blu di Coomassie, che subisce shift-ipercromico in seguito all’interazione con la proteina. Altri metodi di
colorazione sfruttano le proprietà riducenti di alcuni residui amminoacidici per ridurre in condizioni
opportune (ambiente alcalino) un metallo (eg. l’argento che da Ag diventa argento metallico Ag). L’argento
+
metallico è di colore nero (si trova nei negativi delle fotografie), quindi le proteine danno origine a bande di
colore nero. Il metodo è molto sensibile e delicato.
Tramite la colorazione di Schiff è poi possibile valutare la presenza di una componente non proteica sulla
proteina stessa. Nel caso delle proteine dell’uovo, l’80% sono glicosilate ovvero presentano degli zuccheri.
Trattando il pezzo di gel con acido periodico H IO , esso reagisce con gli -OH vicinali presenti negli zuccheri
5 6
e li ossida (reazione di Schiff). I due ossidrili vicinali alcolici presenti sul residuo di glucosio diventano quindi
aldeidici. Esistono poi numerosi reattivi che diventano colorati in presenza di aldeidi.
Nel gel viene fatto correre anche un marker contenente proteine di riferimento a peso molecolare noto per
ottenere la calibrazione e quindi determinare il peso molecolare dei campioni incogniti.
La determinazione quantitativa delle proteine è svolta eseguendo un’analisi di immagine che valuta
l’intensità di colore della banda appartenente a ciascuna proteina (il colore è tanto più intenso quanto
maggiore è la quantità di proteina presente). Si esegue quindi sia una valutazione qualitativa e quantitativa.
È un sistema molto semplice, poco costoso e molto diffuso. 23
Biochimica delle Trasformazioni Alimentari Matteo Corradi
Se si opera con proteine molto piccole, queste possono fuoriuscire dal gel, soprattutto se si usano gel a maglie
larghe per separare le proteine ad alto peso molecolare. Si può realizzare un gel di elettroforesi a gradiente
di porosità, ovvero all’inizio le maglie sono molto larghe mentre sul fondo le maglie sono molto strette. Per
ottenere questo risultato si utilizza il formatore di gradienti, composto da due recipienti tra loro comunicanti.
Quando si aprono i due rubinetti, prima esce la soluzione concentrata di A. Secondo il principio dei vasi
comunicanti questo richiama acqua da B, quindi la soluzione in A si diluisce gradualmente (il recipiente A è
tenuto in agitazione continua). Si ottiene un gradiente di concentrazione e quindi di porosità, con la
formazione di un gel molto concentrato sul fondo e diluito nella parte più alta.
2.3.2 Size Exclusion Chromatography (SEC) o Gel Permeation Chromatography (GPC)
SEC è un metodo che non richiede necessariamente la denaturazione delle proteine, tuttavia le proteine
devono essere solubili. È un’analisi che ci permette di valutare:
Complessità della proteina: presenza di forme oligomeriche;
- Interazioni strutturanti la proteina;
- Dipendenza dei suddetti fattori da condizioni esterne:
- pH;
o Forza ionica;
o Presenza/assenza di cofattori/regolatori.
o
Si impiega una matrice cromatografica composta da sfere di polimeri porose inserite in una colonna
cromatografica. Si identificano spazi tra le sfere e spazi all’interno delle sfere. Considerando una miscela di
proteine di diversa massa molecolare, quelle di maggiori dimensioni restano al di fuori delle sfere, quelle di
dimensioni intermedie in alcuni pori si inseriscono in altri no, mentre quelle più piccole si infilano anche negli
spazi delle sfere porose. Quindi le molecole più grandi eluiranno per prime, poiché il volume di solvente
necessario per farle uscire è solo quello esterno alle sfere, mentre quelle di minori dimensioni attraversano un
volume maggiore.
Il volume di eluizione (volume richiesto per eluire da una colonna una determinata macromolecola)
diminuisce all’aumentare delle dimensioni di una molecola.
I riempimenti più usati sono dati da polimeri cross-linkati:
Acrilamide cross-linkata con bis-acrilamide con pori molto piccoli; è un sistema delicato poiché le palline
- si schiacciano;
Destrano, polisaccaride che forma pori molto piccoli (separazione fino a PM 100.000);
- Agarosio, polimero carico che consente di avere pori di dimensioni maggiori (separazione fino a PM 2-3
- mln).
Nel suffisso di vendita di questi polimeri, eg. G-25 la lettera “G” indica il destrano, il numero “25” indica che
si separa sotto i 25.000, oltre i 25.000 non entra nei pori. Più alto è il numero, maggiori sono le dimensioni dei
pori.
Impiegando palline di un materiale rigido, come la silice o la allumina, materiale macroporoso, vi si
inseriscono i polimeri microporosi all’interno. Il vantaggio è poter applicare pressioni enormi, poiché silice ed
allumina non si deformano.
La capacità discriminante di questo metodo non è tale da permettere di discriminare proteine a diverso
grado di glicazione, in quanto l’aumento di peso in seguito a glicazione è di 162 Da per ogni glucosio (il
glucosio pesa 180 Da, tuttavia nel fenomeno di creazione di un legame viene espulsa una molecola di acqua
che pesa 18 Da). 24
Biochimica delle Trasformazioni Alimentari Matteo Corradi
2.3.2.1 Effetto della forza ionica su SEC/GPC
La medesima proteina (eg di massa 120.000) eluisce in
SEC/GPC in modo diverso in relazione alla forza ionica.
Se la forza ionica è bassa allora la proteina eluirà prima
e corrisponderà ad una massa di 120.000. Se invece la
forza ionica è elevata la proteina eluirà più tardi e
corrisponderà ad una massa di 30.000 poiché gli ioni (