Analisi chimica dei biscotti

Analisi di biscotti

• Introduzione all’analisi dei biscotti
• Determinazione dell’umidità di un campione
• Determinazione dei lipidi grezzi
• Determinazione del quantitativo di zuccheri totali
• Determinazione del quantitativo di proteine

Introduzione all’analisi dei biscotti

I biscotti sono un prodotto di cucina e pasticceria, di dimensioni ridotte e forma geometrica varia, solitamente cotti in forno. Il nome deriva dal latino panis biscottus, ovvero pane cotto due volte, e le cui prime evidenze risalgono al decimo secolo.

I biscotti sono una preparazione antica, caratterizzata anticamente dalla presenza di miele, mentre di zucchero in età più moderna. Si tratta di prodotti solitamente a base di farina, uovo, burro e zucchero, ammoniaca ed eventualmente lievito ed aromi. La farina usata è in massima parte farina di frumento, ma esistono tipologie di biscotti preparati con farina di mandorle, nocciole, mais e riso.

L’analisi dei biscotti si rende necessaria al fine di verificare l’umidità del prodotto e la sua composizione, che influisce sulle proprietà organolettiche e sul prezzo di vendita del prodotto.

I principali parametri da controllare sono quindi l’umidità e le quantità di zuccheri, grassi e proteine.

I biscotti analizzati sono biscotti della ditta Cabrioni, di cui conosciamo la composizione dichiarata dal produttore. La nostra analisi quindi ci permetterà di verificare i risultati da noi analiticamente trovati con i valori forniti dalla ditta produttrice.

Determinazione dell’umidità di un campione

Si indica con umidità la quantità di acqua presente in un campione, e viene determinata mediante differenza di peso di un campione a seguito di evaporazione a 105 °C per 3-4 ore. L’umidità viene espressa come valore in percentuale. Si tratta di un valore fondamentale per l’analisi di un prodotto alimentare, e farinaceo in particolare, in quanto ci permette di risalire alla concentrazione reale degli altri componenti, le cui percentuali verranno riferite ai grammi di prodotto “secco”, ovvero privato dell’umidità.

Materiali

• Comune vetreria di laboratorio
• Stufa
• Pesafiltri in vetro

Reagenti

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Procedimento

• Pesare un pesafiltri in vetro portato a massa costante, a seguito di essiccamento in stufa a 105 °C. Questa massa costituirà la tara.
• Pesare un campione di biscotti, pestato in mortaio, con massa compresa tra 8 e 10 g nel pesafiltri.
• Essiccare il campione in stufa a 105 °C per 4-5 ore. Essiccare in essiccatore fino a raggiungimento della temperatura ambientale.
• Pesare il pesafiltri tarato contenente il campione essiccato.
• Determinare la percentuale di umidità, avendo nota la differenza di peso del campione e la sua massa iniziale.

Dati sperimentali

Massa tara: 121,2922 g

Massa campione umido: 9,1782 g

M campione secco + tara: 130,1281 g

Calcoli

M campione secco = M campione secco + tara - M tara = 130,1281 g - 121,2922 g = 8,8359 g

% umidità = (M campione umido - M campione secco) / M campione umido × 100 = 0,3724 g / 9,1782 g × 100 = 3,73%

Osservazioni e conclusioni

Il valore di umidità ottenuto è pari al 3,73%. Questo valore verrà utilizzato nelle successive analisi.

Determinazione dei lipidi grezzi

I lipidi, o grassi, sono molecole organiche largamente diffuse in natura. I lipidi non vengono classificati sulla base della loro struttura ma della loro proprietà comune dell’essere insolubili in acqua ma solubili in solventi organici non polari. Questa proprietà è alla base delle tecniche analitiche per la separazione dei lipidi da carboidrati e proteine. Le molecole dei lipidi sono costituite principalmente da atomi di carbonio ed idrogeno, uniti tra loro da legami covalenti scarsamente polari e disposti simmetricamente.

L’estrattore Soxhlet è uno strumento di laboratorio inventato nel 1789 da F. Von Soxhlet. Si tratta di uno strumento costituito da tre componenti fondamentali: un pallone in coda, che funge da ribollitore, un estrattore centrale ed in cima un condensatore. L’estrattore è composto da due camere sovrapposte, collegate tra loro da un sifone e due connettori. Il campione viene inserito nella camera di estrazione, ed il solvente viene posto inizialmente nel pallone, e successivamente portato all’ebollizione, e una volta vapore, risale lungo l’estrattore sino al condensatore, da cui ricade condensato nella camera del soluto, e successivamente al pallone.

Il rotavapor, o evaporatore rotante, è una strumentazione che consente l’evaporazione di solventi da una soluzione in condizioni di bassa pressione. È costituito da 5 elementi: un pallone, un bagno termostatato, un motore rotativo, un condensatore ed un pallone di raccolta. L’evaporazione avviene in depressione, a basse temperature d’ebollizione del solvente. La temperatura al pallone è fornita dal bagno termostatato, ed il meccanismo di rotazione favorisce la formazione di un velo di solvente sulle pareti del pallone, facilitando l’evaporazione.

La determinazione del quantitativo di lipidi viene fatta mediante estrazione. Il campione viene posto in Soxhlet, dove avviene un’estrazione con etere di petrolio. Il solvente viene rimosso mediante distillazione con rotavapor, e successiva evaporazione in stufa. La percentuale di lipidi viene espressa sul prodotto secco, ed è quindi necessario conoscere l’umidità del campione.

Materiali

• Comune vetreria di laboratorio
• Estrattore Soxhlet
• Pesafiltri in vetro
• Rotavapor

Reagenti

• Etere di petrolio

Procedimento

• Pesare una massa di campione di circa 10 g, ed introdurla in un ditale. Coprire il ditale con cotone sgrassato ed introdurre il ditale nell’estrattore Soxhlet.
• Versare l’etere di petrolio nell’estrattore dall’alto, finché non inizia a sifonare, ed aggiungere un eccesso di 20 mL di etere di petrolio.
• Estrarre per 6 h in Soxhlet, regolando il riscaldamento in modo da ottenere 15 sifonamenti ogni ora. Tenere la temperatura bassa inizialmente, ed alzarla solamente quando l’etere inizia a bollire.
• Eliminare l’etere per distillazione con rotavapor, in un pallone precedentemente tarato, facendo attenzione a non portare a secchezza, ed evaporare il solvente residuo in stufa.
• Raffreddare il pallone in essiccatore e determinare la massa di lipidi estratti, come percentuale sul secco.

Dati sperimentali

Massa tara: 103,9121 g

Massa campione umido: 9,7807 g

M lipidi + tara: 105,5505 g

Calcoli

% lipidi sul secco = 100 × M estratto / M campione umido × 100 / (100 - % umidità) = 17,4%

Osservazioni e conclusioni

Il quantitativo di grassi ottenuti, in percentuale sul secco, è pari al 17,4%. Si tratta di un valore leggermente superiore al valore di etichetta del 16,3%.

Determinazione del quantitativo di zuccheri totali

Gli zuccheri sono una classe di composti organici dalle numerose funzioni biologiche, tra cui quella di riserva energetica e trasporto dell’energia. Si tratta di aldeidi o chetoni con un gruppo ossidrilico su ciascun atomo di carbonio che non fa parte della funzione aldeidica/chetonica. Si tratta di polimeri naturali, i cui monomeri sono detti monosaccaridi. Esempi di monosaccaridi sono il glucosio, il galattosio e il fruttosio.

Il reattivo di Carrez, diviso in due soluzioni I e II, è una soluzione utilizzata per eliminare le interferenze dovute alle proteine presenti. Le due soluzioni reagiscono formando ferrocianuro di zinco, insolubile, che trattiene le proteine all’interno.

Il reattivo di Fehling è un reagente riducente specifico di glucidi. Misurando la quantità di agente ossidante ridotta da una soluzione zuccherina è possibile risalire alla concentrazione di zucchero in questa soluzione. La titolazione viene effettuata a caldo, e dalla riduzione dell’agente ossidante si forma un precipitato rosso mattone, l’ossido rameoso.

La determinazione degli zuccheri totali viene effettuata sfruttando i reattivi di Carrez per invertire gli zuccheri, e con la soluzione zuccherina ottenuta si titola una soluzione di Fehling a concentrazione nota. Il quantitativo di zuccheri viene espresso come percentuale di zuccheri sul secco.

Materiali

• Comune vetreria di laboratorio
• Filtro Gooch
• Buretta 25 mL AS, sens. 0,05 mL ± 0,03 mL

Reagenti

• Soluzioni di Carrez I e II
• Liquido di Fehling A e B
• Soluzione di etanolo al 40%
• Acido cloridrico concentrato
• Soluzione di idrossido di sodio al 30%

Procedimento

• Pesare esattamente circa 8 g di campione, introdurli in matraccio da 250 mL e aggiungere 150 mL di etanolo al 40%. Agitare su agitatore magnetico per 5 ore.
• Aggiungere 5 mL di soluzione di Carrez I, e agitare per un minuto.
• Aggiungere 5 mL di soluzione di Carrez II, e agitare per un ulteriore minuto.
• Portare a volume e filtrare su filtro Gooch su recipiente asciutto.
• Prelevare 50 mL di filtrato ed effettuare l’inversione usando 5 mL di HCl concentrato. Porre in bagno termostatato per circa 20 minuti a 75 °C. Portare a pH 7 con NaOH al 30%. Trasferire in matraccio da 100 e portare a volume. Caricare una buretta con questa soluzione.
• In beuta da 250 mL portare all’ebollizione una soluzione costituita da 5 mL di Fehling A, 5 mL di Fehling B e 40 mL di acqua.
• Titolare con soluzione zuccherina, aggiungendo l’indicatore blu di metilene in prossimità del punto di fine titolazione.
• Annotare il volume di soluzione zuccherina necessario per la completa decolorazione della soluzione.

Dati sperimentali

Massa campione: 8,0003 g

Volume utilizzato: 15,10 mL

Calcoli

Zuccheri riduttori (g/L) = 0,0515 × 1000 × R / 14,10 mL = 6,8212%

% zuccheri sul secco = Z / 4 × 100 g campione secco = 21,9%

Osservazioni e conclusioni

Il quantitativo di zuccheri determinato sperimentalmente, del 21,9%, è inferiore al quantitativo indicato dal produttore in etichetta, del 25%. Questo difetto può essere dovuto ad errori nella titolazione, per la difficoltà di cogliere con esattezza il punto di fine titolazione, o per una differenza dei valori di umidità usati da noi e dal produttore.

Determinazione del quantitativo di proteine

I protidi sono tra i composti organici più complessi. Si tratta di polimeri naturali costituiti da amminoacidi, uniti mediante un legame peptidico. Sono macromolecole che svolgono funzione strutturale, di trasporto intracellulare e di anticorpi.

Il metodo Kjeldahl è un metodo analitico che permette di determinare l’azoto in sostanze organiche ed inorganiche. Il metodo si suddivide in tre fasi: la mineralizzazione, la distillazione dell’ammoniaca e la determinazione quantitativa dell’ammoniaca. La mineralizzazione permette di trasformare il materiale organico in CO2 e acqua, trasformare i sali in solfati e convertire l’azoto proteico in solfato d’ammonio. L’aggiunta di solfato di potassio permette di aumentare la temperatura di ebollizione dell’acido solforico, mentre il solfato di rame pentaidrato è usato come catalizzatore. Successivamente viene liberata ammoniaca mediante aggiunta di idrossido di sodio concentrato in eccesso. L’ammoniaca formatasi viene separata mediante distillazione in corrente di vapori, e raccolta in una beuta contenente un eccesso di acido solforico. La titolazione dell’eccesso di acido permette di risalire alla concentrazione dell’ammoniaca che ha reagito con l’acido in eccesso.

Materiali

• Comune vetreria di laboratorio
• Kjeldahl
• Buretta 25 mL AS, sens. 0,05 mL ± 0,03 mL

Reagenti

• Acido solforico concentrato
• Acqua ossigenata
• Solfato di rame pentaidrato
• Solfato di potassio
• Idrossido di sodio al 30%
• Idrossido di sodio 0,5 N
• Acido solforico 0,5 N

Procedimento

• Pesare esattamente circa 8 g di campione, aggiungere 12 g di solfato di potassio e 0,8 g di solfato di rame pentaidrato.
• Trasferire la massa pesata in un provettone e introdurre 20 mL di acido solforico concentrato. Riscaldare 20 minuti a 200 °C, 20 minuti a 300 °C, 20 minuti a 37 °C e 40 minuti a 420 °C.
• Distillare la soluzione ottenuta in corrente di vapori, raccogliendo il distillato in una beuta contenente 25 mL di acido solforico 0,5 N e alcune gocce di indicatore rosso di metile.
• Programmare lo strumento in modo da aggiungere 150 mL di NaOH al 30%. Distillare per 10 minuti, fino a raccogliere 300 mL di distillato.
• Titolare il distillato con NaOH 0,5 N, per neutralizzare l’acido solforico in eccesso.
• Calcolare la percentuale di N nel campione.

Dati sperimentali

Massa campione: 0,80 g

Volume NaOH usato per titolare: 24,30 mL

Calcoli

% protidi grezzi = (V H2SO4 N H2SO4 - V NaOH N NaOH) × 14 × 6,25 / M campione × 10 = 3,83%

Osservazioni e conclusioni

La percentuale di protidi grezzi ottenuti è pari al 3,83%. Si tratta di un valore nettamente inferiore al 7,9% dichiarato dal produttore.

Analisi statistica dei dati

Per il calcolo dei limiti fiduciali al 95% è stato usato un grado di libertà pari a 4. Il relativo valore di t è 2,77. Possiamo quindi affermare che i risultati ottenuti sono:

Umidità: 3,85% + 0,21%, ovvero l’umidità del campione è compresa tra 3,64% e il 4,06%.

Il quantitativo di grassi è compreso tra il 17,87% e il 18,67%, cioè 18,27 + 0,40%.

Il contenuto di zuccheri, espresso come percentuale sul secco, è pari a 19,01 + 0,88%, con valori quindi compresi tra il 18,13% e il 19,89%.

Infine il valore del contenuto di proteine è del 4,95%, con un limite fiduciale del + 0,40%. I valori numerici sono quindi contenuti tra il 4,55% e il 5,35%.